Les flavohémoglobines forment peut-être l’une des plus anciennes familles d’hémoglobines. Elles ont été étudiées dans plus d’une quinzaine d’espèces, dont la levure Saccharomyces cerevisiae 〚21〛 et de très nombreuses bactéries saprophytes ou pathogènes comme Escherichia coli 〚22–23〛, Salmonella typhimurium, Mycobacterium tuberculosis, Listeria monocytogenes, Klebsiella pneumoniae ou Alcaligenes eutrophus 〚7〛. Il s’agit d’une protéine chimérique d’environ 43 kDa, constituée d’un domaine N-terminal à structure de globine et d’un domaine C-terminal, dont la structure s’apparente à celle des oxydoréductases FAD-dépendantes. La Fig. 3 représente la flavohémoglobine d’Alcaligenes eutrophus 〚24〛, avec ses deux domaines distincts. La réaction de dioxygénation permettant de transformer le NO^• en nitrate est détaillée dans la Fig. 4. Une molécule de NAD(P)H cède un électron au FAD le transformant en FADH₂. Ce dernier réduit le Fe³⁺ de l’hème, proche de lui dans l’espace, permettant ainsi à l’oxygène de se fixer sur le Fe²⁺. Une faible fraction de l’oxygène lié au fer de l’hème est sous forme réactive et va pouvoir dioxygéner le NO^•, le transformant en nitrate (NO₃^–). Cette réaction a été particulièrement étudiée chez E. coli, où la synthèse de cette protéine est stimulée par la présence de NO^• 〚6, 25〛.

Les deux seuls résidus considérés comme invariants à travers toute la série des globines sont la Phe CD1 et l’His F8. Ils sont effectivement retrouvés dans les flavohémoglobines. Dans ces hémoglobines, comme habituellement dans les autres hémoglobines bactériennes, qui, de par leur très forte affinité pour l’oxygène, assurent une fonction de détoxication, on trouve sur la face distale de l’hème une Tyr en position B10, une Gln en E7 et une Leu en E11 〚8, 26〛. La comparaison des séquences en acides aminés des flavohémoglobines montre qu’elles forment un groupe phylogénique distinct au sein de la famille des hémoglobines 〚5〛. Elles sont codées par des gènes ne comportant pas d’introns.

Il est par ailleurs intéressant de noter que le domaine FAD présente une homologie de structure avec le cytochrome b5 réductase 〚24〛, enzyme qui réduit la méthémoglobine au fur et à mesure de sa formation dans les globules rouges des vertébrés, ce qui témoignerait, à travers l’évolution, d’une défense anti-oxydante coordonnée de ces deux domaines ou des protéines qui en sont issues.

Ces molécules, de 20 à 40 résidus plus courtes que les hémoglobines des autres groupes, forment une autre branche, très ancienne, de la superfamille des hémoglobines 〚27〛. Plus d’une quarantaine d’hémoglobines tronquées ont été décrites à ce jour. Elles ont été trouvées dans une grande variété de microorganismes : cyanobactéries capables de fixer l’azote (Nostoc commune, Synechocystis), bactéries pathogènes (Mycobacterium tuberculosis, Corynebacterium diphterae, Bordella pertussis, Staphylococcus aureus...), protozoaires (Paramecium caudatum, Tetrahymena pyriformis), algues vertes unicellulaires (Chlamydomonas eugametos) et même certains végétaux 〚28–29〛. La famille des hémoglobines tronquées se subdivise en trois groupes distincts (I, II, et III). L’homologie de séquence, faible entre les trois groupes, est forte à l’intérieur de chacun d’eux. Un même organisme peut posséder deux hémoglobines tronquées, appartenant à deux groupes différents : l’exemple en est Mycobacterium tuberculosis, où s’expriment trHbO (groupe II) et trHbN (groupe I), qui n’ont que 18% d’homologie de séquence, alors que chacune de ces hémoglobines présente environ 80% d’homologie, avec des hémoglobines du même groupe, mais appartenant à des espèces différentes 〚27〛.

Comme on peut le voir sur la Fig. 5, qui représente l’une des hémoglobines de Paramécium, leur structure diffère légèrement du schéma globinique classique : elle correspond à un arrangement original, appelé 2-on-2, des chaînes hélicoïdales assuré par les couples B/E et G/H 〚29, 30〛. On retrouve deux des résidus clés : une His équivalente à F8, sur la face proximale de l’hème, et une Tyr en B10, sur la face distale. Cette Tyr est pratiquement constante dans les hémoglobines de microorganismes, à l’exception de N. commune, où elle est remplacée par une His, et habituelle dans les hémoglobines à très forte affinité pour l’oxygène des invertébrés que nous verrons plus loin. En revanche, la Phe CD1, invariable dans la structure globinique classique, est parfois absente, du fait de la réorganisation de l’angle CD ; toutefois, dans une position qui pourrait lui être similaire, on retrouve une Phe, une Tyr ou une His. Le résidu E7, en interaction avec la Tyr B10, est ici une Gln, mais varie selon les espèces. Cette structure de la poche de l’hème a pour conséquence une très forte affinité pour l’oxygène, avec un atome de fer en équilibre entre une forme hexacoordonnée et une forme pentacoordonnée, aussi bien dans la structure désoxygénée que ligandée, comme nous le verrons en détail à propos de l’hémoglobine de riz. Ces formes se distinguent par leurs propriétés spectrales. Dans la forme hexacoordonnée, la sixième valence du fer se lierait chez Synechocystis à une His de la face distale formant ainsi un hémichrome 〚31, 32〛, mais ailleurs, un autre résidu, comme la Tyr B10, pourrait jouer un rôle similaire 〚29〛. La transition entre forme oxygénée et désoxygénée s’accompagne d’un réarrangement de la face distale. Il faut également signaler dans la structure de ces hémoglobines tronquées l’existence d’un conduit hydrophobe facilitant l’accès de l’oxygène à l’hème 〚33〛.

On s’est interrogé sur l’origine de ces hémoglobines tronquées. Se sont-elles séparées très tôt des flavohémoglobines, avec lesquelles elles peuvent coexister dans un même organisme, et des autres hémoglobines de structure 3-on-3, ou proviennent-elles d’une évolution convergente ? Certains auteurs ont proposé un transfert horizontal d’un gène ancestral d’un protozoaire vers les bactéries 〚34〛. Les hémoglobines tronquées n’ont jusqu’à présent jamais été rencontrées dans les génomes de champignons ou d’animaux.

Le rôle précis de ces hémoglobines tronquées demande encore à être précisé. Chez la cyanobactérie N. commune, où le gène codant pour cette molécule est situé entre deux gènes intervenant dans le métabolisme azoté, cette hémoglobine pourrait participer à la fixation d’azote, peut-être en piégeant l’oxygène. De même, chez Mycobacterium tuberculosis, elle pourrait protéger la bactérie des agents oxydants azotés produits par les macrophages de l’hôte 〚35, 36〛.

La structure des gènes codant pour ces hémoglobines tronquées varie d’une espèce à l’autre : Tetrahymena n’a pas d’intron, alors que Paramecium en a un, mais dont la position ne coïncide avec celle d’aucun de ceux observés dans les gènes classiques de globine ; Chlamydomonas en a trois, également distincts dans leurs positions 〚37〛.

L’hémoglobine de Vitreoscilla, qui réalise un autre modèle d’hémoglobine ancestrale, a été particulièrement étudiée 〚26, 38〛. Vitreoscilla est une bactérie aérobie Gram négative se développant dans les flaques d’eau mal oxygénées où pourrissent des végétaux, Lorsque les conditions d’oxygénation deviennent mauvaises, elle peut multiplier par un facteur de 50 la synthèse de son hémoglobine, ce qui facilite la diffusion de l’oxygène de la périphérie de la cellule vers les oxydases terminales des chaînes respiratoires 〚39, 40〛. Cette hémoglobine comporte 146 résidus, formant une chaîne polypeptidique de sept hélices α, repliées selon une structure analogue à celle des domaines globine des flavohémoglobines ou des hémoglobines végétales, voire animales. Sur la face distale de l’hème, où existent une Phe en CD1, une Pro en E8 et une Leu en E11, la liaison des ligands ferait intervenir la Tyr B10. Le fer de l’hème est ici pentacoordonné, même sous sa forme ferrique.

Dans le cristal analysé par diffraction de rayons X, les chaînes d’hémoglobine s’assemblent par une zone de contact hydrophobe pour former des homodimères. Cette aire de contact, constituée par les hélices F et H, n’existe dans aucune autre hémoglobine (Fig. 6) et a conduit à de nombreuses spéculations sur une possible fixation coopérative de l’oxygène. Des études plus récentes effectuées à des concentrations physiologiques paraissent au contraire indiquer que cette hémoglobine serait en réalité monomérique 〚41〛.

L’hémoglobine ancestrale dérive sans doute elle-même d’une protéine encore plus ancienne. La structure globinique est en effet retrouvée dans d’autres familles de molécules très éloignées, qui sont également classées comme globines par les structuralistes (Protein Data Bank de Brookhaven). Les phycocyanines en sont un exemple. Ce sont des chromoprotéines participant à la photosynthèse chez les cyanobactéries et algues rouges. Elles sont assemblées en hexamères formés par l’association de trois dimères hétérologues, constitués chacun d’une sous-unité α et β. Chacune de ces sous-unités est formée par un repliement d’hélices α, aboutissant à un motif voisin de la structure globinique, mais elles en sont fonctionnellement très distantes. Leur groupe prosthétique est un dérivé tetrapyrrolique ouvert. On peut s’interroger sur une dérive à partir d’un très ancien ancêtre commun avec les hémoglobines ou sur la possibilité d’une évolution convergente 〚42, 43〛.

Le groupe des hémoglobines végétales symbiotiques, ou leghémoglobines, est connu depuis longtemps et a été particulièrement bien étudié 〚44, 45〛. Dans les nodules des rhizomes des légumineuses, les leghémoglobines permettent à des bactéries de réduire l’azote atmosphérique (N₂ → NH₃) en une forme utilisable pour la biosynthèse des constituants cellulaires. Cette réaction chimique consistant en la rupture d’une triple liaison demande un apport important d’énergie (940 kJ mol^–1). Elle nécessite également un milieu strictement anaérobie, qui serait obtenu grâce aux leghémoglobines synthétisées par la plante et dont l’affinité pour l’oxygène se caractérise par une constante d’association très rapide et une constante de dissociation lente. On a donc longtemps pensé que la seule fonction de cette molécule était de piéger, avec une très forte affinité, toute trace d’oxygène qui aurait pu pénétrer dans le nodule, protégeant ainsi les nitrogénases de son effet toxique. En fait, elle assure également l’apport d’oxygène aux oxydases situées en fin de la chaîne d’oxydoréduction des bactéroïdes 〚45〛. Bien que leur séquence en acides aminés offre moins de 20% d’analogie avec les hémoglobines des vertébrés, leur structure tridimensionnelle est typique de celle des globines. Les structures spatiales des leghémoglobines du lupin (Fig. 7) et du soja ont été déterminées 〚46, 47〛. Ces molécules, formées de huit hélices, ont toutes une His en F8, une Phe en CD1 et, comme dans la plupart des hémoglobines animales, une His en position distale, mais qui semble y jouer un rôle moindre dans la fixation des ligands 〚47〛. Ces hémoglobines s’auto-oxydent rapidement et ont tendance à perdre facilement leur molécule d’hème.

Dans chaque espèce, les léghémoglobines sont codées par une famille de gènes en nombre variable : on en compte ainsi huit chez le soja et cinq chez le pois de senteur 〚48〛. Ces isomères, exprimés parfois à des stades différents du nodule, semblent avoir des propriétés oxyphoriques légèrement différentes.

Les hémoglobines végétales non symbiotiques ont été mises en évidence plus tardivement. Elles sont présentes en faible concentration (10–100 nM), dans des tissus variés, surtout dans ceux qui ont une croissance rapide et des besoins métaboliques élevés (plantules, feuilles, bourgeons...) 〚49〛. Elles paraissent ubiquitaires dans le règne végétal, on les y trouve aussi bien chez les monocotylédones que les dicotylédones. Ces hémoglobines présentent souvent une forte affinité pour l’oxygène. Comme dans les hémoglobines tronquées des microorganismes, l’hème reste hexacoordonné dans la forme désoxygénée ferreuse. Leur fonction est encore loin d’être clairement comprise. Elles pourraient se comporter comme des sondes mesurant la pression en oxygène, ou pourraient assurer un transport d’oxygène vers les mitochondries et ainsi stimuler l’activité métabolique. Elles pourraient aussi jouer un rôle protecteur contre les effets toxiques de l’oxygène, participer à des transferts d’électrons en interagissant avec des flavoprotéines, intervenir dans le transport de petites molécules organiques ou, enfin, avoir une activité enzymatique (peut-être comme oxygénase) dans la glycolyse. Plusieurs hémoglobines coexistent habituellement dans un même végétal 〚50〛 : deux classes d’hémoglobines ont été distinguées, selon le mode d’induction de leur biosynthèse ; la classe I pourrait correspondre à une protéine de stress, puisque synthétisée dans les tissus des racines lorsque la concentration en oxygène du milieu ambiant devient faible. Leurs fonctions pourraient être différentes, et pourquoi pas multiples 〚51, 52〛. L’hémoglobine non symbiotique de riz a été récemment étudiée par diffraction des rayons X : elle s’assemble dans le cristal sous forme d’homodimères, dont les sous-unités sont similaires aux leghémoglobines. L’interface fait intervenir l’angle CD et l’hélice G 〚53〛. Comme dans le cas de l’hémoglobine de Vitreoscilla, elle serait plutôt en monomères aux concentrations physiologiques. L’interface de dimérisation pourrait, à l’intérieur de la cellule, être une zone d’interaction avec d’autres protéines. La fixation d’un ligand sur l’hémoglobine, en modifiant la structure de cette région, permettrait alors de transmettre à une autre protéine une information sur le niveau d’oxygénation. Un tel mécanisme expliquerait comment l’hémoglobine pourrait fonctionner comme une sonde moléculaire. La Fig. 8 montre les modifications de la structure au voisinage de l’hème lors de la fixation d’oxygène dans l’hémoglobine de riz. Cette molécule peut servir d’exemple pour les autres hémoglobines hexacoordonnées, comme les neuroglobines et cytoglobines, que nous verrons plus loin.

L’ascaris, nématode parasite vivant dans le tube digestif des mammifères, est l’un des invertébrés les plus primitifs. Il possède deux hémoglobines différentes, qui ont été abondamment étudiées.

La première, extracellulaire, circule dans le milieu périentérique sous forme d’un octamère de 328 kDa. Chacune de ses huit sous-unités est formée par une chaîne polypeptidique de 39,5 kDa, où l’on reconnaît deux domaines globiniques, D1 et D2, liés de façon covalente. À ce jour, seule la structure spatiale de D1 est connue. Une séquence « His–Lys–Glu–Glu » est répétée quatre fois en tandem à l’extrémité C-terminale du domaine D2 et jouerait un rôle dans l’association en octamère, en permettant la réalisation d’une structure en fermeture éclair 〚53〛. Les images de microscopie électronique montrent que les octamères résultent de l’assemblage de deux couches parallèles de quatre sous-unités. Cette hémoglobine, avec une P₅₀ de l’ordre de 0,004 mm de Hg, soit 25 000 fois supérieure à celle d’une hémoglobine de mammifère (Fig. 9), est l’une des celles qui ont les plus fortes affinités pour l’oxygène 〚54–56〛. Ce phénomène s’explique sans doute par une diminution considérable de la constante de dissociation pour l’oxygène, qui rend pratiquement impossible la libération de tout oxygène fixé. Le rôle physiologique de cette hémoglobine peut difficilement être celui d’un transporteur d’oxygène. Sa fonction pourrait, tout au plus, consister à stocker l’oxygène pour en assurer un apport basal lorsque le parasite a infesté l’hôte et se trouve alors dans un environnement anaérobique. À l’inverse, il a été proposé récemment que cette hémoglobine pourrait être un chélateur d’oxygène, permettant sa destruction par la voie du NO^•〚57〛. Comme on peut le constater, les fonctions assurées par les hémoglobines sont variées et ont pu évoluer d’une fonction enzymatique, qui métabolise l’oxygène et le NO^•, vers le transport de l’oxygène. Comprendre leurs rôles physiologiques reste aujourd’hui encore, dans certains cas, un défi difficile. Nos connaissances s’arrêtent donc, bien souvent, aux relations structure–fonction de ces protéines, et il est parfois bien spéculatif de proposer une fonction plausible in vivo. C’est le cas, en particulier, de l’hémoglobine d’Ascaris, dont on ne connaît avec certitude que les déterminants moléculaires qui lui confèrent son avidité pour l’oxygène : un réseau de liaisons hydrogène présent dans la poche de l’hème entre la Gln en position distale E7 et la Tyr B10, stabilisant la liaison dipolaire Fe(δ+)–O₂(δ–) 〚54–56〛 (Fig. 10).

La seconde hémoglobine se trouve dans les cellules de la paroi de l’animal. Il s’agit d’un homodimère de 40,6 kDa, stabilisé par des ponts SH. La sous-unité a 38% d’homologie de structure avec le domaine D1. Sa P₅₀ est de l’ordre de 0,1 mm Hg, ce qui lui permettrait peut-être d’assurer un rôle de réserve d’oxygène pour les muscles.

Une autre hémoglobine trouvée chez un trématode parasite (Paramphistomum epiclitum) se présente sous forme de monomères en solution. Elle possède deux tyrosines, en position E7 et B10, susceptibles également de former chacune une liaison hydrogène avec la molécule d’oxygène. L’affinité pour l’O₂ qui en résulte est encore plus forte que celle de l’hémoglobine d’Ascaris 〚58〛.

Les hémoglobines de nématodes sont, à l’exception des neuroglobines et cytoglobines, les seules actuellement connues du monde animal dont le gène comporte trois introns.

Certains invertébrés marins ont leur habitat près de sources géologiques d’hydrogène sulfuré ou de sédiments riches en dérivés soufrés. Leur métabolisme est assuré par une symbiose avec des bactéries particulières (chémo-autotrophes), qui utilisent le soufre comme accepteur final d’électrons, pour transformer le CO₂ dissous en glucides. Ces invertébrés dépourvus de tube digestif dépendent entièrement de ces bactéries pour leur apport en carbone.

Un exemple est fourni par Lucina pectinata, un mollusque bivalve, qui abrite les bactéries dans un tissu spécialisé (bactériocytes) de ses branchies, où il produit une hémoglobine à très forte affinité pour le soufre. Lucina pectinata possède deux hémoglobines 〚59, 60〛. La première est un tétramère hétérologue, formé de deux types de chaînes de structure très proche, appelées HbII et HbIII, et dont la fonction se résume au transport d’oxygène. La seconde, monomérique, est appelée HbI. Elle fixe, en présence de traces d’oxygène, l’H₂S formant ainsi un complexe Fe³⁺–H₂S qui, sous l’action d’une réductase bactérienne, cède l’H₂S à la bactérie.

Comme il suffit parfois d’un très petit nombre de substitutions d’acides aminés dans des régions critiques de la protéine pour faire apparaître une fonction, des expériences de mutagenèse dirigée ont été effectuées pour tenter de donner à la myoglobine de cachalot une forte affinité pour l’H₂S 〚61〛. L’introduction d’une Gln en E7 et de Phe en B10 et E11, comme on l’observe sur la paroi distale de la poche de l’hème de HbI de Lucina pectinata, ont permis d’augmenter l’affinité pour le soufre de la myoglobine de cachalot, mais avec un ordre de magnitude inférieur à celui du mollusque. En fait, ce sont des différences de structure bien plus complexes que celles induites par la mutagenèse dirigée qui aboutissent à un agrandissement de la cavité où se fixe le ligand et à sa sept fois plus forte affinité pour les thiols.

Un exemple similaire d’utilisation du soufre est apporté par un ver des profondeurs marines, Riftia pachyptila, de la famille des vestimentifères, où les bactéries sont abondantes dans le trophosome de l’hôte. Le ver capture, par l’hémoglobine circulant dans ses plumes, le CO₂, l’oxygène, l’H₂S et autres petites molécules du milieu ambiant et les transfère aux bactéries du trophosome. Ces animaux ont trois hémoglobines, deux sont extracellulaires présentes dans les vaisseaux sanguins (V1 et V2) et la troisième dans le fluide cœlomique (C1). Toutes trois fixent l’oxygène et l’H₂S. La capacité de transport d’H₂S est particulièrement élevée, 1–6 mmol l^–1 dans le fluide cœlomique, et le double dans les vaisseaux, en fonction de la richesse du milieu ambiant 〚62〛. Les hémoglobines de Riftia pachyptila sont des polymères de très grande taille, dont la structure élémentaire est constituée par quatre chaînes de globine, ayant un groupe thiol libre, reliées par des linkers polypeptidiques 〚63–66〛. Ainsi, V1 a une masse moléculaire d’environ 3500 kDa et comporte quelque 150 chaînes de globine et une quarantaine de linkers. V2 et C1, de masse égale à 400 kDa, sont, quant à elles, formées seulement d’environ 24 chaînes de globine. Elles totalisent donc un nombre considérable de groupes SH libres. Contrairement à l’hémoglobine de Lucina pectinata, elles lient donc oxygène et H₂S en des sites différents.

Chez un nématode, Mermis nigrescens, parasite de certaines sauterelles, deux hémoglobines structurellement proches existent, l’une très faiblement exprimée dans tous les tissus (Mn–glb–b) pourrait avoir une fonction plus « classique ». L’autre (Mn–glb–e) sert à obturer un récepteur photosensible. 〚67〛. Ce ver, lors de son ultime étape larvaire, quitte son hôte et s’enterre pour effectuer sa mue finale. Au bout de un à deux ans, la femelle adulte gravide, dirigée par phototropisme, remonte à la surface du sol pour déposer ses œufs dans l’herbe. Durant toute sa vie souterraine, l’ocelle de l’animal est en effet sensible à la lumière et l’animal l’évitant reste enfoui. Lorsque la femelle est prête à déposer ses œufs à la surface, l’ocelle est occulté par une hémoglobine qui s’y accumule à une concentration très élevée (10 mM) et y forme des cristaux intracellulaires.

Dans le tissu nerveux d’un vers némertéen, Cerebratulus lacteus, une mini-hémoglobine a été mise en évidence : elle le protégerait de l’anoxie. Cette protéine, qui n’est longue que de 109 résidus a une structure tertiaire unique chez les globines. Bien que l’hélice A manque, que le coude GH soit allongé et l’hélice H très courte, la structure obtenue se superpose au repliement globinique classique 〚68〛. Sur la face distale, où se fixe l’oxygène, on reconnaît les classiques Tyr B10 et Gln E7 et un canal hydrophobe permettant le trajet du ligand du milieu externe vers l’hème. S’agit-il d’un précurseur des neuroglobines ?

De nombreux autres exemples de structures et de fonctions originales mériteraient sans doute être détaillés.

Parmi les modèles classiquement connus, citons le ver polychaete Glycera dibranchiata, dont les hémoglobines intracellulaires se caractérisent par une grande hétérogénéité de structure. En effet, chez cet animal, coexistent une multitude de monomères, dimères et tétramères différents 〚69–71〛. De même, les hémoglobines extracellulaires de l’hémolymphe des larves de chironomidés sont hautement hétérogènes. Dès les années 1980, Braunitzer en avait déjà identifié une douzaine chez Chironomus thummi thummi : cinq sous forme de monomères, six sous forme d’homodimères et une en équilibre monomère–dimère 〚72〛. Les mesures effectuées, aujourd’hui, par spectrométrie de masse permettent d’en reconnaître plus d’une vingtaine 〚73〛. L’orientation particulière de la molécule d’hème, tournée de 180° par rapport à sa position habituelle, dans l’une des hémoglobines de chironome (Hb CTT-III), a également été à l’origine de plusieurs travaux 〚74–76〛.

Il faut sans doute aussi rappeler le modèle particulier du fonctionnement allostérique de l’hémoglobine dimérique du mollusque bivalve Scapharca inaequivalvis, où les hélices E et F des deux unités se font face 〚77, 78〛.

Enfin nous avons déjà cité les hémoglobines extracellulaires de Riftia pachyptila 〚62, 63〛 qui réalisent, tout comme celles du Lumbricus terrestris 〚79–80〛, peut être encore plus étudiées, un modèle de macromolécules géantes avec une structure en bicouche (hexagonal bilayer haemoglobin, HBL Hb) 〚81–83〛. Des images de diffraction de rayons X ont été obtenues avec une résolution de 5,5 Å sur des cristaux d’hémoglobine de lombric, montrant l’organisation des 144 sous-unités de globine et des 36 sous-unités de linkers qui la constituent. On observe un arrangement hiérarchiquement organisé de structures symétriques complexes 〚83〛. Dans cette molécule géante, l’unité structurale est un duodécamère de globines, où les sous-unités sont en contact par leurs hélices E et F. Cette structure explique l’indice de coopérativité très élevé de ces hémoglobines : sa valeur est voisine de 7,5, alors qu’elle est légèrement inférieure à 3,0 pour l’hémoglobine humaine 〚83〛.